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Genética Molecular 2017

Departamento: Fisiología, Biología Molecular y celular. Carrera: Licenciatura en Ciencias Biológicas. Carácter: Electiva de grado (del Ciclo Superior de la Carrera) Duración: cuatrimestral. Cuatrimestre de dictado: 2º. Horas de clase semanales: teóricas: 4 (ocasionalmente 5); Seminarios/Clases de Problemas/Trabajos Prácticos: 6. Totales: 10. Asignaturas correlativas: IBMC y Genetica I. Responsable: Dr. Norberto Daniel Iusem Profesor Titular con Dedicación Exclusiva

Bienvenidos a la página de Genética Molecular 2017 (en su vigésimo año consecutivo bajo el actual formato)! 

Gracias por tu interés,

Norberto


OBJETIVOS

 

Genética Molecular ha sido concebida como materia de grado con el formato actual en 1998 y pretende brindar al alumno herramientas conceptuales que le permitan ejercitar el razonamiento en variados aspectos de la Biología Molecular moderna con énfasis en aspectos genéticos. Con ese objetivo en mente, durante las clases solemos hablar de familias génicas y su evolución, alelos, recombinación genética, mutaciones, identificación de genes responsables de determinados fenotipos, tipos de herencia, enfermedades humanas hereditarias, epigenética y de tópicos que no se ven -al menos con la misma profundidad- en otras materias de ciclo superior, como por ejemplo “Impronta Genómica” (imprinting, en inglés) o Inactivación del cromosoma X.  

En esta materia, que tiene un enfoque genético más que bioquímico, el estudiante se enfrenta con variadas situaciones biológicas que lo obligan a pensar tanto en cuestiones relativamente abstractas, por ejemplo las asociadas a generación de mutaciones y tasas de sustitución, como en casos bien concretos y contemporáneos como Terapia Génica para curar una enfermedad genética determinada.

Aclaramos que en esta materia no priorizamos detalles de interacciones entre proteínas porque creemos que ese tipo de información por sí sola (muchas veces mostrada en otros ámbitos solamente con el nombre de las moléculas) no es conceptual.

En este contexto, es importante aclarar también que los contenidos de esta materia no se superponen con los de la materia Biología Molecular, que versa esencialmente sobre la bioquímica subyacente a los procesos del dogma de la biología molecular (replicación, transcripción, traducción). Por dar sólo un ejemplo, el primer gran bloque de la materia, dedicado a origen evolutivo de las primeras células y diferentes aspectos de Genómica y que abarca las cinco primeras semanas de la materia, no forma parte de la materia Biología Molecular. Por alguna razón no identificada pero seguramente producto del desconocimiento sobre el programa de esta materia desde sus orígenes, circuló ese mito urbano en la Facultad sobre una supuesta duplicación de contenidos y por eso me veo en la incómoda necesidad de aclararlo.

La materia no tiene bibliografía en forma de libros de texto sino en trabajos científicos originales  reviews, con el objeto de que los alumnos vean cómo se construye el conocimiento de primera mano y que a menudo no hay verdades tajantes sino que los mismos expertos pueden dudar en las interpretaciones de los experimentos.

Para cumplir con nuestros objetivos de transmitir conceptos importantes de manera sencilla y divertida, contamos con una Guía de Problemas de ejercitación (unos 60), corregida y actualizada todos los años, basados en papers científicos reales, ya sea de años atrás o recientes, pero en todos los casos con importante valor didáctico. Y también con una Guía de Seminarios con papers cuidadosamente elegidos, con la misma filosofía, que este año serán 8, abarcando una gran diversidad de modelos biológicos (procariotas, levaduras, plantas, mamíferos). En todos los casos, se ven las clases teóricas correspondientes con antelación.

En años recientes introdujimos temas calientes como stem cells (clase teórica a cargo de Alejandra Gumerman), conclusiones del Proyecto Genoma del Homo Neanderthalensis, posicionamiento de nucleosomas preferencialmente en exones y mitos y verdades de la herencia trans-generacional de marcas epigenéticas adquiridas.

El Trabajo Práctico de Laboratorio versa sobre uno de los temas principales de la materia, Epigenética, fue puesto a punto en 2016 (ver más abajo).

 

PROGRAMA 2017 (actualizado en julio 2017)

 

 Unidad 1. Teorías sobre el origen de la vida

Génesis de las primeras bio-macromoléculas en posibles escenarios pre-bióticos. Grandes pensadores en esta temática: Darwin, Oparin y Miller. Experimento de Miller y sus implicancias. El mundo primitivo de los supuestos ribo-organismos. Intrones autocatalíticos en procariotas y eucariotas. Transcripción reversa ancestral? Buscando la madre de todas las células. Arbol filogenético universal propuesto por Carl Woese. El rRNA como marcador evolutivo. El dominio “Archae”. Organismos extremófilos: lecciones evolutivas y aprovechamiento biotecnológico. Distintas teorías para explicar el origen de organelas en eucariotas. Organelas ancestrales: el hidrogenosoma.

 

Unidad 2. Genómica “antigua”. Evolución de los genomas procariotas y eucariotas. Perpetuación e integridad del DNA

Organización estructural de los genomas procariotas y eucariotas. Genomas nucleares y en organelas. Comparación de diferentes organizaciones genómicas y génicas a lo largo de la Evolución. Reloj molecular. Elección de regiones génicas útiles para estimar tiempo evolutivo. DNA repetitivo y no repetitivo; ejemplos.  Secuencias Alu. Familias génicas: su génesis, evolución y sentido biológico (p. ej., especialización funcional). Genes ortólogos y parálogos. Influencia de la selección natural positiva Darwiniana. Parámetro Ka/Ks.

Repaso de DNA polimerasas. Replicones procariotas y eucariotas en moléculas de DNA circulares y lineales. Fidelidad. Sistemas moleculares que reparan el DNA dañado.

 

Unidad 3. Los genomas como entidades dinámicas

Fenómenos de recombinación, tanto en procariotas y células somáticas de eucariotas (función en reparación) como en germinales (función en variabilidad genética). Avances del conocimiento de sus sistemas enzimáticos. La proteína RecA, como recombinasa y co-proteasa. DNA-transposones; mecanismo de acción (enzima transposasa) y su aprovechamiento en investigación para creación de mutantes con el objeto de dilucidar fenómenos biológicos (transposon tagging y sus variantes, ej.: enhancer trapping). Retrotransoposones, p.ej. LINEs. Modelos in vivo para su estudio: células en cultivo y animales enteros. Reconocimiento de casos notables de dinamismo: ejemplos de transferencia horizontal del material genético entre células.

 

Unidad 4. Estrategias de clonado o de identificación de genes por función o fenotipo 

Elección de estrategias de clonado de acuerdo a la información disponible. Repaso de construcción de genotecas enfatizando las mutaciones que las células usadas en ingeniería genética necesariamente deben tener. Diferentes vectores moleculares de clonado. Plásmidos; fago lambda (contextualización con la historia de pioneras investigaciones en fagos). Complementación de mutantes y rescate fenotípico en unicelulares. Detección de interacciones génicas en levaduras. Generación y selección de mutantes producidas por transposon tagging en unicelulares, insectos  y plantas. Hibridización diferencial. Display diferencial de RNA. Clonado posicional (genética reversa) en plantas, animales y humanos. Clonado posicional in silico. 


 Unidad 5. Modificación de genomas

Knock-out (KO) génico sitio-dirigido para descubrir función fisiológica de genes clonados por estrategias que no involucran visualización de fenotipos mutantes. Historia de las ideas y experimentos pioneros. Su aplicación en bacterias, levaduras y animales; uso de células stem embrionarias de ratón para la metodología clásica (individuos quimera). KO condicional mediante el sistema Cre/lox. Nuevas metodologías: KO y Knock-in (KI) mediante Zn-finger-nucleasas o la moderna metodología CRISPR/Cas9.

 

Unidad 6. Genómica moderna. Proyectos Genoma

Proyectos Genoma en organismos modelo en Genética: procariotas, levaduras, A. thaliana, D. Melanogaster, C. elegans y ratón. Megaproyectos “Genoma Humano” con financiamiento público y privado. Diferentes estrategias utilizadas para su logro. Herramientas técnicas, características de los plásmidos BAC y otros vectores usados. Secuenciamiento shotgun y por previo mapeo. Procesamiento bioinformático de los datos resultantes. El genoma humano. Mapas genéticos. Mapas físicos. Regiones repetitivas. Elementos transponibles. LINES y SINES. Secuencias Alu; implicancias evolutivas. ¿Resabios de eventos de transposición?

Nuevos métodos de secuenciación en gran escala (high throughputdeep sequencing): p. ej. pirosecuenciación. Distintos tipos de instrumental y costos. Ejemplos de Proyectos Genoma con dicha metodología: H. Neanderthal y genomas mínimos de Mycoplasma (Craig Venter). RNAseq. Secuenciación de DNA de organismos desconocidos dentro de comunidades: “metagenómica”. 

Aplicaciones de los resultados de los Proyectos Genoma: clonado posicional in silico. Microarrays de DNA para genómica comparativa entre especies y para análisis de expresión a escala genómica (transcriptomas). Genómica funcional: la posibilidad de descubrir la función de muchos genes a la vez. PCR arrays. Metodología superadora: RNAseq. Enfoques alternativos: nociones muy básicas de proteómica.

Anexo (si es que se considera necesario): Búsqueda en la Internet: bases de datos de abstracts (Pubmed) y de secuencias de ácidos nucleicos y proteínas y de estructuras de proteínas. Sitio web http://www.ncbi.nlm.nih.gov. Programa BLAST. Displays informáticos ordenados por cromosoma, disponibles a partir de los resultados de los distintos proyectos Genoma.  Ejemplos de displays de genomas de Arabidopsis y Humano.

 

Unidad 7. Arquitectura del DNA en eucariotas. Cromatina

Estructura del nucleosoma. Niveles de empaquetamiento. Relación con etapas del ciclo celular. “Nuevos” factores proteicos reguladores de la transcripción. Acetilasas y desacetilasas de histonas. Complejos remodeladores dependientes de ATP. Metilación de histonas. Métodos in vivo e in vitro para identificar sitios de unión a factores regulatorios y estimar el grado de asociación con histonas de determinadas regiones genómicas. Regiones hipersensibles y resistentes a nucleasas. Inmunoprecipitación de cromatina (ChIP) como estrategia genome wide in vivo para identificación de genes target de factores de transcripción conocidos. Posicionamiento de nucleosomas y su preferencia en exones.

 

Unidad 8. Epigenética. Imprinting (Impronta genómica)

DNA metil transferasas de novo y de mantenimiento. Modelos de relación causa-efecto entre metilación de DNA, modificaciones covalentes en histonas, grado de heterocromatinización  e influencia en los niveles de expresión. Métodos para detectar regiones genómicas metiladas, p. ej. bisulfito. Herencia de epialelos adquiridos en animales y plantas. ¿Hay herencia transgeneracional de marcas epigenéticas adquiridas debidas al ambiente?

Herencia de la expresión de genes sujetos a imprinting. Ejemplos de enfermedades humanas influidas: síndromes de Prader-Willi y Angelman. Consecuencias en el tipo de herencia. Mecanismos postulados p. ej.  metilación en gametas. “Centros” responsables de imprinting en el genoma de mamíferos. Inactivación del cromosoma X; modelos de mecanismos; genes y RNAs Xist y Tsix como ejemplos de lncRNAs (long non-coding) regulatorios 

 Aportes de Shinya Yamanaka en el campo de las stem cellsinduced pluriotencial stem cells derivadas de células somáticas.


Unidad 9. Epigenética. Silenciamiento génico

Silenciamiento génico transcripcional (TGS) y post-transcripcional (PTGS). Trabajos pioneros de Macino, Hannon, Baulcombe y Mello usando diferentes modelos biológicos. Inmunidad a nivel de ácidos nucleicos contra transgenes, virus e hiper-actividad de transposones. Interferencia mediada por RNA (RNAi) en hongos, plantas, C. elegans, y D. Melanogaster. Genes y maquinarias enzimáticas involucradas. Modelos de mecanismos. Ultimos avances del fenómeno. Aprovechamiento del fenómeno como método de silenciamiento transitorio para descubrir función o interacciones génicas. El intrigante mundo de los microRNAs.

 

Unidad 10. Los  genes que gobiernan la transducción de señales del ciclo celular en animales. Control y descontrol. Oncogenes y cáncer.

Genes que rigen el ciclo celular. Redes de transducción de señales. Control y descontrol. Oncogenes y cáncer. Teorías de carcinogénesis. Mutaciones supuestamente desencadenantes. Retrovirus con oncogenes. Ejemplos paradigmáticos de genes supresores de tumores: Rb y p53. Fallas en checkpoints de respuesta a daño. Racionalidad en el diseño de drogas anti-tumorales. Concepto de “inestabilidad genómica”: ¿causa o consecuencia? Tumorigénesis vs. apoptosis. Genes y mutaciones asociados a procesos de metástasis. Factores de crecimiento tumoral: p. ej. VEGF. Angiogénesis y anti-angiogénesis. Epigenética en cáncer.

 

Unidad 11. Envejecimiento y telomerasas

Radicales libres. Anión superóxido. Superóxido dismutasa. Anti-oxidantes. Senescencia a nivel celular. Observaciones de Hayflick. Acortamiento de telómeros en células somticas. Trabajos de Thomas Cech y Elizabeth Blackburn. Clonado de los genes de telomerasa. Mecanismo de acción de la telomerasa en el contexto de la replicación de DNA (hebra lagging). ¿Se puede detener el envejecimiento? Animales modelo p. ej. C. elegans. Proteínas protectoras en los extremos de los cromosomas. Relación entre niveles de expresión de telomerasa y fenotipos tumorales. Individuos knock-out para telomerasa y  clonados por transferencia nuclear; fenotipos resultantes. Mecanismos propuestos de senescencia y muerte celular resultantes del acortamiento telomérico: señalización de "daño” en el DNA.

 

Unidad 12. Genética Humana

Estrategias para la búsqueda de genes responsables de enfermedades hereditarias. Asociaciones fenotipo-genotipo; análisis de ligamiento; LOD score. Enfermedades monogénicas y multifactoriales. Factores de riesgo. Tipos de herencia de enfermedades humanas. Causas: mutaciones dominantes por haplo-insuficencia, dominantes negativas y recesivas, inserción de transposones, expansión de tripletes. Posibilidades de diagnósticos a nivel poblacional y discusión sobre decisiones familiares y médicas.

 

Unidad 13. Terapia génica

Conceptos de terapia génica en humanos. In vivo y ex vivo. Vectores virales y no virales. Ventajas y riesgos de cada tipo de vector. Manipulación de su tropismo. Generación de partículas infectivas defectivas en su replicación usadas como vectores. Vectores basados en HIV. Estabilidad de los genes transducidos. Vías de administración. Estrategias “anti-sense”. Ribozimas como genes terapéuticos. Construcciones CRISPR/Cas9 anti-agentes infecciosos, p ej HIV. Ejemplos de investigaciones en terapia génica con énfasis en potenciales aplicaciones a enfermedades del sistema nervioso. Modelos animales. Ejemplos clínicos de casos exitosos.

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Si te gustaron estos contenidos y tenés ganas de razonar, aprender y aportar ideas y entusiasmo junto con nosotros, te esperamos en Genética Molecular este año.
Sugerencia nada original: si querés tener referencias de la materia por parte de alumnos de años anteriores, buscalas on-line en las "encuestas" oficiales.

 

 

 

 

 

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T.P. de laboratorio

puesta a punto : Lic. Manuel Alejandro Sánchez en 2016

 

El TP versa sobre herencia transgeneracional de marcas epigenéticas adquiridas por el ambiente, usando el modelo Drosophila. La anécdota molecular es muy interesante y está basada en el siguiente paper:

Inheritance of Stress-Induced,ATF-2-Dependent Epigenetic Change

Ki-Hyeon Seong, Dong Li, Hideyuki Shimizu, Ryoichi Nakamura, and Shunsuke Ishii

Laboratory of Molecular Genetics, RIKEN Tsukuba Institute, 3-1-1 Koyadai, Tsukuba, Ibaraki 305-0074, Japan

Cell 145, 1049–1061 (2011)

Vamos a trabajar con líneas mutantes. Una de ellas tiene una inversion del gen white (responsable del color rojo de los ojos) heterocromatinizado y silenciado, que se des-silencia por calor al estadio larval, y que se hereda en la progenie sin estresar! La idea es reproducir los resultados del labo RIKEN japones (Cell 2011),

En estos momentos (1 de julio 2016, estamos luchando con engorrosos trámites aduananers para importación de las cepas , pero somos optimistas

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Condiciones de aprobación de los TPs en general (laboratorio y seminarios):

al menos 80% de presentismo en clases de problemas/seminarios y T.P., por separado.

la nota se final se conforma así:

60% de la nota de los dos exámenes parciales escritos A LIBRO ABIERTO promediados (que se aprueban con 50/100 cada uno)

15% de la nota de la evaluación de T.P.

25% de la nota de la presentación oral del paper en grupo

Para promocionar sin examen final, la nota final deberá ser al menos 7/10 (con no menos de 60/100 en cada evaluación escrita).

 

 

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Días de la semana y horarios de las clases

La materia es enteramente nocturna


Clases teóricas:

miércoles y viernes de 18 a 20-21 hs. (mediados de agosto - fin de octubre)


Clases de seminarios/problemas y de trabajos prácticos de laboratorio: 

seminarios/problemas: martes y jueves de 18 a 21 hsUnico turno. (mediados de agosto - fin de octubre)  

laboratorio: martes y jueves de 18 a 21 hsUnico turno (durante noviembre, una vez finalizados los seminarios).


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Equipo docente de Genética Molecular 2017

 

Elección de temas, clases teóricas y coordinacion general: 

Norberto Iusem (norbius@fbmc.fcen.uba.ar), Profesor Titular


Clases de Seminarios/Problemas:

Liliana Dain (ldain@fbmc.fcen.uba.ar), Jefe de Trabajos Prácticos

Ezequiel Surace (esurace@hotmail.com), Jefe de Trabajos Prácticos

Matías Blaustein (mblaustein@fbmc.fcen.uba.ar)Jefe de Trabajos Prácticos

Micaela Godoy Hertz (mica.gh@gmail.com), Ayudante Primero

 

Laboratorio:

Lucía Chemes (luchemes@gmail.com), Jefe de Trabajos Prácticos

Carolina Inda (cinda@ibioba-mpsp-conicet.gov.ar), Ayudante Primero

Luz Andreone (luzandreone@gmail.com)Ayudante Primero


en presentaciones orales:

Natalia Rubinstein (natalia.rubinstein@gmail.com)Jefe de Trabajos Prácticos

 



                                        

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